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实验分享|病毒扩繁过程中的细胞形态变化
一、实验前准备在进行病毒扩繁之前,请确认以下物品已准备就绪:Marc-145细胞、待扩繁的病毒毒种、T75培养瓶、含10%血清的完全培养基、2%血清维持液、无菌PBS、冻存管、离心管等。所有操作需在生物安全柜内进行,确保无菌环境。
二、细胞铺板与培养取生长状态良好、处于对数生长期的Marc-145细胞,以适当密度接种于T75培养瓶中。每瓶加入10 mL含10%血清的完全培养基,轻轻摇晃使细胞均匀分布。将培养瓶置于37℃、5% CO₂培养箱中培养。期间定期在显微镜下观察细胞生长状态,待细胞汇合度达到90%-95%、细胞形态呈典型铺路石状且分布均匀时,即可进行下一步换液操作。注意避免细胞过度生长,以免影响病毒感染效率。
三、换液与病毒接种小心吸去T75培养瓶中的完全培养基,沿瓶壁缓慢加入5 mL预温的无菌PBS,轻轻晃动洗涤1-2次,以去除残留的血清成分。血清会干扰病毒吸附,此步骤切勿省略。洗涤后,加入13 mL含2%血清的维持培养基。随后按实验设计加入500 μL病毒毒种(可根据病毒原始滴度调整接种量,建议MOI控制在0.01-0.1之间)。将培养瓶置于37℃、5% CO₂培养箱中吸附1-2小时。期间每隔15-20分钟轻轻晃动培养瓶一次,使病毒液均匀覆盖细胞表面,提高感染效率。吸附结束后,无需换液,继续培养。
四、病变观察与收获时机判断病毒接种后,每天定时在倒置显微镜下观察细胞病变效应(CPE)。Marc-145细胞感染PRRSV后,典型病变表现为:细胞间隙增大、细胞变圆、折光性增强、出现合胞体(Syncytia),随后细胞逐渐脱落、漂浮于培养液中。当观察到约50%的细胞发生病变并漂浮起来时,即为最佳收样时机。此时病毒滴度通常处于较高水平。若病变过度(超过80%),可能导致病毒活性下降,需把握好收获窗口。
五、反复冻融裂解细胞将T75培养瓶从培养箱中取出,做好标记。按以下步骤进行反复冻融,以充分裂解细胞、释放胞内病毒颗粒:将培养瓶直接放入-80℃冰箱冷冻30分钟;取出后迅速转移至4℃冰箱解冻30分钟;如此反复冻融3个循环。冻融过程中,细胞在冰晶形成与融化时发生物理裂解,病毒颗粒得以充分释放到培养上清中。操作时注意轻拿轻放,避免培养液溅出。
六、离心收集病毒上清冻融结束后,将培养瓶中的液体全部转移至50 mL无菌离心管中。配平后,置于离心机内,4℃、3000-5000 rpm离心10-15分钟,以去除细胞碎片和杂质。小心吸取上层澄清液体,即为病毒原液。分装至无菌冻存管中,每管建议分装200-500 μL,避免反复冻融影响病毒滴度。做好标记(毒株名称、代次、日期等),保存于-80℃冰箱备用。
七、空斑实验测定病毒滴度为准确测定扩繁后病毒的感染滴度,需进行空斑形成实验(Plaque Assay):取24孔板或6孔板,铺Marc-145细胞至汇合度达95%以上。吸去培养基,用无菌PBS洗涤2次。将病毒原液进行10倍系列稀释(通常从10⁻¹稀释至10⁻⁸),每个稀释度接种2-3个复孔,每孔加入200-500 μL稀释病毒液。37℃吸附1-2小时后,吸去病毒液,加入含1.2%低熔点琼脂糖和2%血清的覆盖培养基(Overlay Medium)。待琼脂糖凝固后,倒置培养于37℃、5% CO₂培养箱中,连续培养3-5天。每天观察空斑形成情况。待空斑清晰可见且大小适中时,加入4%多聚甲醛或结晶紫固定染色,计数空斑数。按以下公式计算病毒滴度:PFU/mL = 空斑平均数 × 稀释倍数 × 稀释因子例如:10⁻⁶稀释度下平均空斑数为50个,接种量为200 μL,则病毒滴度 = 50 × 10⁶ × 5 = 2.5 × 10⁸ PFU/mL。
八、注意事项与经验分享细胞状态是关键:Marc-145细胞状态直接影响病毒感染效率,务必使用低代次、生长旺盛的 cells。血清浓度要精准:病毒吸附阶段血清浓度不宜过高,2%维持液既能维持细胞存活,又不会过度抑制病毒感染。冻融次数不宜过多:3次冻融足以裂解大部分细胞,过度冻融可能导致病毒蛋白变性。分装保存很重要:病毒原液务必小体积分装,避免反复冻融导致滴度下降。空斑计数时机:空斑大小以1-3 mm为宜,过早计数结果偏低,过晚空斑融合则难以准确计数。
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