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动物实验技术 | 小鼠有创肺功能检测
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1. 小鼠有创和无创肺功能检测的介绍 肺功能指标可用于定量和定性评估肺的功能，同时可以配合肺部组织病理来评估炎症、纤维化、气肿、弥漫性肺泡损伤等病理变化，它在医学研究和疾病诊断中扮演着举足轻重的角色。 动物肺功能检测方法可分为两类：有创和无创。 有创肺功能检测方法主要有：气道阻力与肺顺应性测试。 有创肺功能检测的优点在于精度高，缺点在于需麻醉，需手术，操作较复杂，测完需处死。 无创肺功能检测方法主要有：全身体积描记法、双腔体积描记和头外置体积描记法。 无创肺功能检测的优点在于无需麻醉，无需手术，操作简单，可在动物上长期研究观察，符合3R原则。缺点在于气道阻力指标较有创法精度低。 2. 小鼠有创肺功能检测实验步骤 本文以AniRes 2005动物肺功能呼吸系统为例，该系统硬件包括体描箱、信号调理器、动物呼吸机、负压器、真空泵等，软件为AniRes 2005。 （1）打开仪器设备，通常呼吸比设为20:10，呼吸频率：小鼠为90次/min。打开软件建立一个新实验：根据实际情况选择动物类型，体描箱大小等数据（小鼠使用小体描箱）。确认后开启新实验，软件数据区显示气道压力（P）、肺容积（V）、流速（Flow），参数数据区显示气道阻力（Ri，Re）和肺顺应性（Cdyn）。 （2）实验当天配制8mg/ml的戊巴比妥钠溶液，分别配制0.00625、0.0125、0.025、0.05、0.1、0.2、0.4和0.8mg/ml的乙酰甲胆碱溶液。上述溶液的浓度可根据预实验结果、小鼠品种、试剂品牌等进行适当调整。 （3）麻醉和气管插管：向小鼠腹腔注射0.1ml/10g的戊巴比妥钠溶液麻醉小鼠。固定小鼠，用镊子夹小鼠脚趾无反应时，即可对小鼠颈部进行消毒，依次剪开小鼠颈部皮肤和肌肉，暴露小鼠气管和颈静脉。分离出气管，在气管上部剪开一个小口进行气管插管，并连接至呼吸机。软件开启新实验，小鼠连上呼吸机后，软件P栏开始出现峰形，微调流量阀使峰顶在10左右。 （4）颈静脉扎针：将1ml注射器针尖小心扎入小鼠颈静脉，针尖另一头连接细管和1ml注射器，为静脉给药通道，静脉给药通道内充满生理盐水。针尖插入颈静脉后回抽有血，立即将回抽血输入到静脉中，随后合上体描箱并完全密封，此时V栏开始出现峰形，参数栏开始出现微微起伏的基线。 （5）给药：通过颈静脉给药的方式依次注入0、0.00625、0.0125、0.025、0.05、0.1、0.2、0.4和0.8 mg/kg浓度梯度的乙酰甲胆碱，每次给药50μl后，再注入50μl的生理盐水将残留于管路中的药物推入颈静脉。使用和运行带有AniRes 2005软件的电脑从数字化的压力和流量信号连续计算和存储Ri、Re以及Cdyn。每次给药后待软件上述参数栏数据平稳后再进行下一次给药。 3. 小鼠有创肺功能检测的注意事项 （1）系统调试和预实验：建议首次实验前要进行系统调试和预实验，以确保系统是否工作正常，主要包括检查电源，信号线，线路是否连接正常，检查体描箱的密封性，开启系统看工作是否正常，调整气道压力（压力过大或过小都可能导致动物死亡）。 （2）麻醉：小鼠麻醉深度要适宜。若小鼠麻醉浅，小鼠的自主呼吸与机械的辅助通气对抗较严重，系统气道阻力曲线跳动大，严重影响实验结果。若小鼠麻醉深度适宜，系统气道阻力曲线会比较光滑。一般，麻醉一段时间后用镊子夹小鼠脚趾无反应时可开始后续实验操作。 （3）气管插管：尽量使每只小鼠的气管切口的位置和气管插管的深度保持一致。保证气管切口干净防止液体进入气管，防止小鼠窒息死亡。 （4）颈静脉扎针和给药：这步是操作的难点。针尖我们挑选的是1ml注射器中更为细小的针尖，可能也可以试试其他更为细小的头皮针等其他针型。其他的可能是熟能生巧，平时多练习。尽量第一针扎进颈静脉，如果第一针失败了，后面就比较费时费力了。 针尖插入颈静脉前，静脉给药通道应充满生理盐水且不能有气泡。针头插入颈静脉后，回抽有血来确认是否插入，随后立即将回抽血输入到静脉中以防血液凝固堵塞针尖和管路。随后合上体描箱并完全密封，此时V栏开始出现峰形，参数栏开始出现微微起伏的基线。Ri的基线值在1-3较合适，若>3考虑体描箱的密封是否完全。 颈静脉给药的管路可用胶带固定，防止脱落。还有一个问题是颈静脉插针后，回抽有血，但给药过程中肌肉鼓起或者有液体渗出。这个问题是部分针尖插入了颈静脉，但部分在肌肉或小鼠体外，影响实验结果，只能调整针头或重新插针了。 每次给药或生理盐水时注意防止气泡进入静脉。不需要给药时，需要用1ml注射器将体描箱外的静脉给药口堵上，防止体描箱漏气。 每只小鼠实验完成，下一只开启实验前，要用生理盐水多次冲洗静脉给药通道，防止管道中残留的高浓度药物影响下只小鼠的实验结果。 |
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